La protéomique désigne la science qui étudie les protéomes, c'est-à-dire l'ensemble des protéines d'une cellule, d'un organite, d'un tissu, d'un organe ou d'un organisme à un moment donné et sous des conditions données.
Dans la pratique, la protéomique s'attache à identifier de manière globale les protéines extraites d'une culture cellulaire, d'un tissu ou d'un fluide biologique, leur localisation dans les compartiments cellulaires, leurs éventuelles modifications post-traductionnelles ainsi que leur quantité.
Elle permet de quantifier les variations de leur taux d'expression en fonction du temps, de leur environnement, de leur état de développement, de leur état physiologique et pathologique, de l'espèce d'origine. Elle étudie aussi les interactions que les protéines ont avec d'autres protéines, avec l'ADN ou l'ARN, ou d'autres substances.
La protéomique fonctionnelle étudie les fonctions de chaque protéine.
La protéomique étudie enfin la structure primaire, secondaire et tertiaire des protéines.
Histoire
Le terme de protéomique est récent. Il a été utilisé pour la première fois dans une publication scientifique en 1997 par P. James . dans son article Identification des protéines dans l'ère post-génomique : l'ascension rapide de la protéomique. Il dérive de protéome, terme inventé en 1995, par analogie avec génomique qui dérive lui-même du terme génome, l'ensemble des gènes d'un organisme. L'analyse protéomique est une étude dynamique. Un seul génome peut conduire à différents protéomes en fonction des étapes du cycle cellulaire, de la différenciation, de la réponse à différents signaux biologiques ou physiques, de l'état physiopathologique... Le protéome reflète les répercussions de ces événements cellulaires au niveau tant traductionnel que post-traductionnel. De ce point de vue, seule une analyse protéique directe peut donner une image globale des systèmes biomoléculaires dans leur complexité.
Les scientifiques se sont intéressés aux protéines bien avant la naissance de la protéomique. Dès 1833, Anselme Payen et Jean-François Persoz isolèrent d'un extrait de malt une enzyme capable de catalyser la dégradation de l'amidon en sucre. En 1965, André Lwoff, François Jacob et Jacques Monod reçurent le prix Nobel de physiologie ou médecine Le prix Nobel de physiologie ou médecine en 1965., publiées en 1961.
De nombreuses techniques, encore largement utilisées, ont été développées.
La technique d'électrophorèse a été développée en 1892 par S.E. Linder et H. Picton. Le principe de la chromatographie date de 1861 par Friedrich Goppelsröder.
// mettre une fresque reprenant la chronologie de l'étude des protéines
Depuis une dizaine d'années, la protéomique est devenue une science à part entière, avec ses techniques propres et ses méthodes. La protéomique est récompensée en 2002 par l'obtention d'un Prix Nobel de chimie.
Elle a emprunté de nombreuses technologies, auparavant utilisées dans d'autres disciplines, et les a appliquées à l'étude des protéines. On peut citer par exemple l'utilisation de la spectrométrie de masse, provenant de la physique et de l'analyse chimique, dans l'identification des protéines, dans la quantification de l'expression des protéines, dans la localisation de peptides dans un tissu, dans la recherche de biomarqueurs spécifiques de pathologies.
Pourquoi le protéome ?
Les grosses protéines ont souvent une structure spatiale complexe, où des sous-unités compactes sont reliées entre elles par des chaînes flexibles qui jouent un rôle dans les interactions entre protéines ou avec d'autres substances. L'analyse de la structure des protéines aux rayons X montre qu'elles sont bâties autour d'un réseau cristallin rigide, qui empêche ou réduit la flexibilité des sous-unités.
La somme d'informations issue de l'analyse génomique ne répond pas à toutes les questions que vise l'analyse protéomique (difficile et coûteuse). Des étapes clés du processus interviennent dans la production des molécules qui assurent et régulent la vie cellulaire, les protéines. En théorie, la séquence de chaque gène sera transcrite (ou non) en un ARN messager (ARN-m), lui-même traduit en protéine. En fait, les gènes des cellules eucaryotes sont souvent morcelés et contiennent des régions (introns) absentes de l’ARN-m. Une transcription partielle sera permise par l’épissage d’un ARN précurseur, copie du gène, pouvant donner naissance à différents ARN-m, chacun de ceux-ci pouvant aboutir à plusieurs protéines. On peut donc avancer une série de raisons plaidant en faveur du développement de l'analyse protéomique :
L'identification et l'estimation des taux de protéines sont cruciales pour obtenir une image complète de nombreux processus biologiques. Or, l'abondance des protéines à l'intérieur de la cellule n'est pas seulement régulée à un niveau transcriptionnel, mais aussi aux niveaux traductionnels et post-traductionnels, de telle sorte qu'aucune relation simple ne peut être établie entre taux d'ARN-m et de protéines. Le fait qu’un gène unique, et même un ARN-m unique, puisse conduire à plusieurs protéines distinctes par leur(s) fonction(s) rend hasardeuse cette corrélation. Enfin, certaines protéines ont une durée de vie longue, c’est-à-dire que même synthétisées à faible vitesse elles peuvent s’accumuler dans la cellule en demeurant fonctionnelles, alors que d’autres - à durée de vie brève - sont rapidement éliminées. Donc, même si leur synthèse est rapide et elles se retrouveront à un faible taux.
Une protéine selon son état cellulaire (différenciation, prolifération, apoptose) se retrouvera dans un compartiment donné (cytoplasme, noyau, mitochondrie) ou sera sécrétée par la cellule. Sans l’analyse du protéome, une modification de localisation de la protéine nécessaire à son activité biologique passera inaperçue.
La plupart des protéines ne deviennent biologiquement actives qu'après des étapes de maturation co- et post-traductionnelles (telles que glycosylation, phosphorylation, désamination...). Elles sont également les indicateurs de l’état de la machinerie cellulaire.
Finalement, les enjeux et résultats de projets de séquençage (du génome humain notamment) justifient une étude approfondie du protéome. La découverte « surprenante » que ce génome contenait bien moins de gènes que prédits démontre l'importance des protéines comme acteurs centraux des processus biologiques.
Différentes approches de la protéomique vignette|Analyseur
Les méthodologies mises en œuvre pour l’analyse du protéome peuvent schématiquement être séparées en deux grands groupes : dans le premier peuvent être regroupées les méthodes expérimentales réalisées dans le « laboratoire réel » (wet laboratory), reposant principalement sur les techniques de séparation et d’analyse des protéines. Un second groupe de méthodes, mises en œuvre dans le « laboratoire virtuel » (dry laboratory), fait appel à l’analyse d’images et à la bio-informatique. Laboratoires réel et virtuel sont mis à contribution lors des principales étapes de l’analyse.
Dans la pratique, les protéines sont d’abord extraites d’une population cellulaire ou d’un tissu, puis séparées avant d’être identifiées.
Extraction
La première étape consiste généralement à extraire les protéines d'un échantillon biologique. Cette étape est cruciale : une mauvaise extraction peut produire la dégradation des protéines et compliquer, voire rendre impossible, l'identification des protéines. Les protéines membranaires, comportant de nombreux acides aminées hydrophobes et donc peu soluble, restent difficiles à étudier.
Certaines techniques ne nécessitent pas d'extraire les protéines du tissu étudié. Dans l'immunolocalisation, le tissu est fixé puis découpé en fines lamelles de quelques microns d'épaisseur. Les protéines sont ensuite détectées in situ par des anticorps marqués. Dans l'imagerie par spectrométrie de masse, des coupes de tissus sont analysées directement par un spectromètre de masse de type MALDI-TOF.
Pour simplifier l'analyse, l'extraction est souvent réalisée en éliminant les modifications post-traductionnelles. Seule la structure primaire des protéines, c'est-à-dire leurs séquences, est conservée. Mais si le sujet de l'analyse est l'étude de ces modifications post-traductionnelles, il convient de prendre les précautions nécessaires pour les garder.
Séparation
La seconde étape permet de séparer les protéines en fonction de leurs caractéristiques physiques ou chimiques ou en fonction de leurs affinités pour un ligand.
L'électrophorèse sépare les protéines dans un gel polyacrylamide en fonction de leur poids moléculaire lorsqu'elles sont soumises à un champ électrique. La méthode d'électrophorèse de référence pour la protéomique est l’électrophorèse bidimensionnelle.
La chromatographie utilise la différence d'affinité des protéines entre une phase mobile et une phase stationnaire.
Principe de la séparation des protéines par électrophorèse bidimensionnelle
L'électrophorèse bidimensionnelle permet à partir de mélanges protéiques complexes de séparer et visualiser des centaines voire des milliers de protéines sous forme de taches ou « spots ». La résolution obtenue est suffisante pour mettre en évidence la présence d'isoformes.
Son principe consiste à effectuer dans un premier temps une séparation des protéines en fonction de leur charge (focalisation isoélectrique), suivie d'une séparation orthogonale, en fonction de leur poids moléculaire. La résolution de la première dimension est de l'ordre de 0,01 unité pH.
Les gels obtenus sont ensuite colorés, puis numérisés. Le résultat est une semi-quantification.
Recherche des protéines d’intérêt par analyse d’image
Il existe aujourd’hui deux grandes approches partant de l’analyse d’images des gels 2-DE permettant d’aborder la protéomique quantitative. L’une de ces méthodes utilise une comparaison statistique entre plusieurs gels et l’autre utilise un procédé chimique de dérivation des protéines par des sondes fluorescentes permettant l’analyse combinée de plusieurs échantillons sur un gel unique. Pour ce faire on utilise dans les deux cas des logiciels d'imagerie. En effet, il est impossible d’appréhender individuellement le nombre considérable de spots (parfois jusqu’à 2000) résolues sur un gel 2D (Fig. 5). Ces multiples spots correspondent aux isoformes des protéines séparées en deux dimensions. La position sur le gel des spots polypeptidiques est reproductible dans les systèmes de séparation en gradient d’immobilines. Un changement de position est par conséquent un indicateur d’une modification post-traductionnelle affectant sa charge et/ou sa taille.
L’analyse d’images repose sur la numérisation de l’image du gel 2-DE après coloration. Au cours de cette étape le logiciel découpe l’image en pixels (contraction de picture element) pour la transmission et le stockage des données. Chaque pixel de l’image est enregistré à une position en x et en y associée à une valeur de densité optique (DO) proportionnelle à l’intensité du signal enregistré par la caméra ou le scanner. Pour que la DO soit un bon paramètre de mesure et un reflet de l’expression de la protéine, la coloration appliquée doit présenter une gamme dynamique importante et si possible linéaire. Dans un gel, en termes de DO le rapport d’intensité entre le plus petit spot détectable et le spot le plus gros est de l’ordre de 104 alors que la dynamique d’expression des protéines dans la cellule est comprise entre 105 et 106. On constate donc un déficit important de la gamme analytique qui doit être pris en compte au cours de l’analyse.